استفاده از کشت قطعات هیپوکوتیل Capparis spinosa L. باززایی گیاه دارویی کور


استفاده از کشت قطعات هیپوکوتیل Capparis spinosa L. باززایی گیاه دارویی کور
علی موافقی*، قادر حبیبی و محبوبه علی اصغر پور
تبریز، دانشگاه تبریز، دانشکده علوم طبیعی، گروه علوم گیاهی
86/3/ 85 تاریخ پذیرش: 23 /1/ تاریخ دریافت: 25
چکیده
از گیاهان دارویی بوته ای و چند ساله اقلیم های گرم و خشک است که در طول Capparis spinosa L. کور با نام علمی
تابستان رشد می کند. علی رغم نیاز روزافزون برای تکثیر انبوه این گیاه اطلاعات کمی در مورد روشهای ازدیاد آن وجود دارد. با
اینکه تکثیر آن معمولاً از طریق بذر یا قلم هزنی صورت می گیرد، اما جوان هزنی بذرها به سالها زمان نیاز دارد و تولید ریشه بر
روی قلمه ها به سختی انجام می شود. در پژوهش حاضر تولید شاخساره و ریشه بر روی قطعات جداکشت هیپوکوتیل این گیاه
NAA 0 میلی گرم در لیتر / حاوی 1 MS در جهت باززایی در شرایط آزمایشگاهی مورد بررسی قرار گرفته است. در محیط کشت
تولید شاخساره را NAA بیشترین تولید مستقیم شاخساره های نوپدید مشاهده شد. افزایش مقدار BAP 0 میلی گرم در لیتر / و 5
بهینه NAA 0 میلی گرم در لیتر / مهار نمود و باعث تولید کالوس گردید. ریشه زایی قطعات جداکشت در محیط کشت حاوی 5
بود. بنابراین شاخساره های تشکیل شده از هم جدا و به این محیط انتقال یافت. پس از 4 هفته ریشه های تشکیل شده در پای
شاخساره ها قابل مشاهده بود. گیاهان کامل تولید شده به خاک منتقل شد. این گیاهان به رشد و نمو خود در شرایط غیر استریل
گلخانه ادامه دادند.
واژه های کلیدی: کور، باززایی، کشت بافت، هیپوکوتیل
movafeghi@tabrizu.ac.ir: * نویسنده مسئول، تلفن تماس: 09143114345 ، پست الکترونیک
مقدمه
گیاهی Capparis spinosa L. کور یا کبر با نام علمی
بوته ای، یک پایه و چندساله است که در اقلی مهای گرم و
خشک رشد م یکند. این گیاه نه تنها به کمبود آب و
حرارت بالا مقاومت قابل ملاحظه ای نشان می دهد، بلکه
مقاوم به سرما نیز می باشد و می تواند تا دمای 8- درجة
.( 15 و 18 ، سانتی گراد نیز به حیات خود ادامه دهد ( 14
کور در برخی مناطق ایران بویژه در استانهای جنوبی و
قلیایی یافت می شود. pH غربی در خاکهای دارای
گیاه کور دارای استفاده غذایی و دارویی گسترده ای است
و از این نظر اهمیت اقتصادی قابل ملاحظه ای دارد. از
زمانهای دور کور در آسیا از جمله ایران، برخی کشورهای
افریقایی و همچنین جنوب اروپا بدلیل طعم تند موجود در
بخشهای زایشی، بویژه جوانه های مولد گل (غنچه های
نشکفته) و میوه های نارس، بعنوان چاشنی مصرف غذایی
داشته است ( 2 و 10 ). پوست ریشه گیاه بعنوان مادة مقوی،
مدر و قابض کاربرد سنتی دارد و همچنین در درمان
بسیاری از بیماریها نظیر بیماریهای کلیه، کبد، طحال،
پوستی، کم خونی، اعصاب، نقرس، دیابت و روماتیسم
8 و 17 ). استفاده دارویی بدلیل غنی ،7 ، استفاده می شود ( 3
بودن ریشه و جوانه های مولد گل و میوه ها از ترکیبات
دارویی نظیر فلاونوئیدها، ساپونینها، پکتینها، اسانسها و
12 و ،11 ، بویژه گلیکوزیدها و گلیکوزینولاتها است ( 9
14 ). با توجه به ترکیبات ارزشمند بیوشیمیایی متعدد در
این گیاه و قیمت بالا، گاهی از جوانه های زایشی و
.( میوه های نارس آن بعنوان خاویار گیاهی یاد م یشود ( 10
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
290
سالانه از کشورهای ترکیه، قبرس و یونان 5 میلیون دلار
میوه نارس کور فقط به آمریکا صادر می شود. در سه دهه
اخیر بدلیل افزایش تقاضا و بهره برداری بی رویه از
بخشهای زایشی و همچنین مشکلات موجود در زمینه
تکثیر این گونه، جمعیت آن در جهان و از جمله ایران با
.( کاهش روبرو شده است ( 10 و 16
تکثیر گیاه کور بطور سنتی از طریق بذر و قلمه زنی صورت
می گیرد که هر دو با مشکلات عملی مواجه می باشند.
هستند که سلولهای هر دو (Bitegmic) بذرها دو پوسته ای
پوسته در زمان رسیدگی چوبی و ضخیم می شود ( 19 ). از
اینرو بذر کور دارای خواب مکانیکی است و درصد
جوانه زنی در صورت فراهم بودن شرایط محیطی مطلوب
در حد کمتر از 5 درصد است ( 1 و 13 ). جوانه زنی بذرها
در شرایط طبیعی گاه به سالها زمان نیاز دارد. تکثیر
رویشی از طریق قلمه زنی نیز بدلیل ریشه زایی اندک و
درصد پایین رشد قلمه ها به دشواری صورت می گیرد
.(16)
همانند بسیاری از گیاهانی که دارای اهمیت اقتصادی
هستند، تکثیر آزمایشگاهی کور با استفاده از فنون کشت
بافت می تواند بعنوان جایگزینی برای روشهای ازدیاد سنتی
در نظر گرفته شود. بعلاوه باززایی از طریق قطعات
جداکشت در جهت حفظ ژنوتیپهای خاص نیز حائز
اهمیت است ( 4). قطعات جداکشت در شرایط
آزمایشگاهی می توانند به دو طریق شاخه های نابجا تولید
کنند. در اکثر مطالعات تشکیل مریستمهای شاخساره بطور
غیر مستقیم، یعنی پس از تشکیل کالوس و بر روی آن،
صورت می گیرد ( 5 و 6). گرچه باززایی از طریق کالوس
در تولید انبوه گیاهان اهمیت قابل ملاحظ های دارد اما در
این شرایط امکان تنوع سوماکلونی بالا بوده و برای تکثیر
رویشی با هدف حفظ ژنوتیپهای معین چندان مناسب
نمی باشد. از طرف دیگر برای تولید کالوس معمولاً مدت
زمان نسبتاً طولانی در حدود چند ماه مورد نیاز است.
روش دوم که انجام آن در شرایط آزمایشگاهی دشوارتر
است، تشکیل مستقیم مریستمهای شاخساره بر روی
بافتهای جداکشت می باشد. سرعت تولید شاخساره مستقیم
بالاتر بوده و در نتیجه با توجه به پایین بودن تغییرات
.( سوماکلونال برای ریزازدیادی، بسیار باارزش است ( 4 و 5
در آزمایشات باززایی کشت بافتهای جداکشت معمولاً
استفاده از بخشهای هوایی برای تولید شاخساره های نابجا
رایج تر است و نتایج مطلوب تری نیز دارد. در این میان
قطعات هیپوکوتیل بدلیل قابلیت رشد سریع و عدم
تمایزیابی شدید به سمت اندامها بیشتر مورد استفاده قرار
می گیرند ( 5 و 6). در این کار پژوهشی باززایی گیاه کور از
طریق قطعات جداکشت هیپوکوتیل مورد بررسی قرار
گرفت و شرایط لازم برای تولید کالوس، شاخساره، ریشه
و گیاه کامل مشخص شد.
مواد و روشها
شرایط کشت آزمایشگاهی: بذرهای کور از منطقه خواجه
واقع در حومه شهرستان اهر جمع آوری شد. بذرها بمدت
20 دقیقه دراسید سولفوریک 98 درصد قرار گرفتند تا
قسمتهای بیرونی پوسته در اسید حل شود. سپس بمدت
20 دقیقه با محلول هیپوکلریت سدیم 5 درصد بمدت 15
دقیقه استریل شد. کشت آنها پس از سه بار شتستشو با آب
MS مقطر استریل در محیط کشت پایه موراشیج و اسکوگ
در اطاقک رشد و با شرایط (Murashige and Skoog)
نوری حدود 2400 لوکس و دوره نوری 16 ساعت
25 درجه ± روشنایی، 8 ساعت تاریکی در دمای 2
سانتی گراد انجام شد. پس از 14 روز از هر دانه رست یک
5- بریده شد و بعنوان قطعه 7 mm قطعه هیپوکوتیل بطول
جداکشت به محیطهای حاوی هورمون منتقل گردید.
NAA هورمونهای مورد استفاده نفتالین استیک اسید
و ایندول بوتیریک اسید (Naphthalene Acetic Acid)
بعنوان اکسینهای مصنوعی (Indole Butyric Acid) IBA
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
291
BAP6-benzyl ) غیرفنوکسی و 6-بنزیل آمینوپورین
کینتین و زاتین بعنوان سیتوکینین، بودند. ، (aminopurine
0 تا 2 میلی گرم در لیتر و سیتوکینینها / غلظت اکسین ها 5
0/5 تا 5 میلی گرم در لیتر به تنهایی و یا در ترکیب با
همدیگر در محیط کشت بود که با شاهد (بدون هورمون)
محیط کشت روی pH مقایسه شد. پس از افزودن هورمون
5/7 تنظیم گردید و عمل استریل کردن در دمای ± 0/05
121 درجه سانتیگراد و فشار 1 اتمسفر بمدت 18 دقیقه
انجام شد. 10 میلیلیتر از هر محیط کشت در 4 تکرار
6 × 1/ داخل پتریدیشهای یکبار مصرف استریل با ابعاد 2
سانتیمتر توزیع، و در هر ظرف 4 قطعه هیپوکوتیل کشت
داده شد. نمونهها در اطاقک رشد در شرایط نوری حدود
2400 لوکس با دوره نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت
25 درجه سانتی گراد قرار گرفت. ± تاریکی در دمای 2
ارزیابی آماری نتایج: رشد و نمو قطعات جداکشت هر
هفته زیر لوپ بررسی و پس از 4 هفته واکشت آنها انجام
شد. شاخصهای آماری هر تیمار پس از 4 و 8 هفته
محاسبه گردید. میانگین میزان تولید کالوس بر اساس قطر
4 تعیین شد و سپس اندازه گیری رشد - کالوس بین 0
کالوس با استفاده از شاخص کالوس با فرمول زیر انجام
.( گرفت ( 21
تولید شاخساره توسط شاخص شاخساره و تولید ریشه
توسط شاخص ریشه زایی با استفاده از فرمو لهای زیر
ارزیابی گردید.
میانگین میزان تولید شاخساره و میانگین میزان تولید ریشه
بر اساس تعداد شاخساره ها و ریشه های نوپدید به پنج
گروه تقسیم بندی شدند. مقدار صفر، زمان قبل از القای
شاخساره یا ریشه می باشد، که به ازای هر 4 شاخساره یا
.( ریشه تشکیل شده یک واحد به آن افزوده می شود ( 21
تجزیه واریانس یکطرفه اثر تنظیم کننده های رشد روی
شاخص کالوس، شاخص شاخساره و اندیس ریشه در
قالب طرح پایه کاملاً تصادفی در 4 تکرار از طریق نرم
انجام گرفت. مقایسه میانگینها MSTATC و SAS افزارهای
با استفاده از آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال
0/05 انجام شد. با توجه به معنی دار بودن اثرات متقابل دو
NAA) تنظیم کننده رشد مورد استفاده برای تشکیل کالوس
این اثرات به اثرات ساده هر فاکتور در سطوح ،(BAP و
فاکتور دیگر تجزیه و میانگین آنها دو به دو مورد مقایسه
قرار گرفت.
= شاخص شاخساره
تعداد کل قطعات جداکشت
تعداد قطعات شاخه داده × میانگین میزان تولید شاخساره
×100
×100
= شاخص کالوس
تعداد کل قطعات جداکشت
تعداد قطعات کال داده × میانگین میزان تولید کالوس
×100
= شاخص ریشه زایی
تعداد کل قطعات جداکشت
تعداد قطعات ریشه داده × میانگین میزان تولید ریشه
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
292
نتایج
تولید کالوس: قطعات جداکشت هیپوکوتیل کور تمایل
زیادی به تشکیل کالوس در تیمارهای هورمونی مختلف
بکار رفته از خود نشان دادند. در اولین سری از آزمایشهای
MS بررسی اثر تنظیم کنند ههای رشد، از محیط پایه
استفاده شد BAP و NAA حاوی غلظتهای متفاوتی از
(شکل 1). پس از گذشت 1 هفته تشکیل کالوس بر روی
قطعات جداکشت در تمامی محیطهای کشت بکار رفته بجز
محیطهای شاهد فاقد هورمون قابل مشاهده بود. شاداب
ترین کالوسها با رنگ زرد مایل به سبز در محیط های کشت
و NAA 0 یا 1 میلی گرم در لیتر / دارای ترکیب تیماری 5
تولید شد (شکل 2-الف و BAP 0/5 یا 1 میلی گرم در لیتر
-2 ب). با وجود این، پس از گذشت دو تا سه هفته در
NAA بافتهای تولید شده تحت تیمار دارای مقادیر بالاتر
2/5 و 5 میلی گرم در ) BAP 1/5 و 2 میلی گرم در لیتر) و )
لیتر) تولید ترکیبات فنلی آغاز شده و رنگ کالوسها تیره
می شد. این مشکل در محیطهای با مقادیر کمتر هورمونها
وجود نداشت.
حروف نشاندهنده کلاس آماری است و مقادیر با حروف مشابه در .BAP و NAA شکل 1: مقایسه میانگینهای شاخص کالوس در غلظتهای متفاوت
0 میلی گرم / 0 بر اساس روش دانکن اختلاف معنی داری ندارند. بالاترین مقدار شاخص کالوس مربوط به محیطهای دارای غلظت 5 / سطح احتمال 01
می باشد. BAP 2 میلی گرم در لیتر / 0 تا 5 / و 5 NAA در لیتر
محاسبه شاخص کالوس و تجزیه آماری داده ها پس از یک
و NAA واکشت 8 هفته ای نشان داد که اثر تیمارهای
به تنهایی و همچنین اثرات متقابل آنها معنی دار BAP
است. بیشترین مقدار شاخص کالوس در محی طهای کشت
و 1 میلی گرم در لیتر NAA 0 میلی گرم در لیتر / حاوی 5
.( مشاهده گردید (شکل 1 BAP
تشکیل BAP با جایگزین کردن کینتین و زاتین بجای
کالوس بر روی قطعات جداکشت هیپوکوتیل تشدید شد
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
293
اما تولید شاخساره صورت نگرفت. با توجه به اینکه
کالزایی هدف اصلی این کار پژوهشی نبود از ذکر نتایج
آماری این آزمایشات خودداری می شود.
1 mg/l NAA شکل 2- پاسخ قطعات جداکشت هیپوکوتیل به تیمارهای هورمونی. الف و ب: کالوس تولید شده بترتیب در محیطهای کشت حاوی
BAP 0/5 ؛ پ: تشکیل جوانه های متعدد شاخساره روی قطعات جداکشت تحت تأثیر mg/l BAP + 0/5 mg/l NAA 0/5 و mg/l BAP +
.0/5 mg/l NAA 0/1 ؛ ت: تشکیل ریشه بر روی قطعات جداکشت در حضور mg/l NAA + 0/5 mg/l
تولید شاخساره: با توجه به تولید کالوس از قطعات
BAP و NAA هیپوکوتیل در تمام غلظتهای بکار رفته از
دارای NAA در آزمایش قبل، کمی رشد در محیطهای فاقد
و تشکیل توده های سلولی ، BAP غلظتهای متفاوت
NAA قهوه ای رنگ، در سایر آزمایشها از غلظت نسبتاً کم
در BAP 0 میلی گرم در لیتر در محیطهای دارای / یعنی 1
استفاده شد. پس از بیست روز تشکیل MS محیط کشت
مستقیم شاخساره نوپدید بر روی قطعات هیپوکوتیل در
0/ بهمراه 5 NAA 0 میلی گرم در لیتر / محیط کشت دارای 1
مشاهده شد. جوانه های تشکیل BAP یا 1 میلی گرم در لیتر
شده رشد قابل ملاحظه ای داشتند و در پایان ماه اول دارای
2 تا 4 برگ قابل شمارش بودند (شکل 2-پ)، که اندازه
گیری شاخص شاخساره برای آنها امکان پذیر است.
محاسبه میانگین و تجزیه واریانس یکطرفه اندیس
شاخساره معنی دار بودن اثر غلظت هورمون سیتوکینین بکار
رفته را تأیید نمود. بیشترین میانگین اندیس شاخساره در
0/ و 5 NAA 0 میلی گرم در لیتر / محیط کشت دارای 1
.( بدست آمد (شکل 3 BAP میلی گرم در لیتر
0 میلی گرم در لیتر / شکل 3: میانگین شاخص شاخساره در حضور 1
که BAP 0/5 میلی گرم در لیتر .BAP و غلظتهای متفاوت NAA
بیشترین مقدار شاخساره را تولید کرده است. حروف نشانگر کلاس
آماری و پیکانها نشان دهنده عدم تولید شاخساره (شاخص شاخساره
برابر صفر) می باشد.
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
294
شکل 4: مقایسه میانگین شاخص ریشه زایی محاسبه شده قطعات
بیشترین مقدار ریشه .IBA و NAA هیپوکوتیل در حضور اکسینهای
1 میلی گرم در لیتر / و 5 NAA 0 میلی گرم در لیتر / زایی در حضور 5
صورت گرفت. حروف نشانگر کلاس آماری و پیکانها نشان IBA
دهنده عدم تولید ریشه (شاخص ریشه زایی برابر صفر) می باشد.
تولید ریشه: برای تعیین غلظت مناسب جهت ریشه زایی
ابتدا قطعات هیپوکوتیل را برش داده شدند و در محیط
بعنوان IBA یا NAA حاوی غلظتهای متفاوت MS کشت
دو اکسین مؤثر در ریشه زایی کشت داده شد. پس از دو
هفته ظهور ریشه ها بطور کاملاً مشخص بر روی قطعات
جداکشت در تیمارهای هر دو نوع اکسین قابل مشاهده بود
و با گذشت زمان بر تعداد و اندازه ریشه ها افزوده می شد
(شکل 2 -ت). پس از یک ماه شاخص ریشه زایی برای
محیطهای کشت محاسبه و آنالیز آماری انجام شد. مقایسه
میانگین شاخص محاسبه شده برای تیمارها مشخص کرد
که اثر انواع اکسین و غلظتهای مختلف آنها بر ریش هزایی
معنی دار است و بیشترین مقدار شاخص ریشه زایی به
مربوط می باشد (شکل NAA 0 میلی گرم در لیتر / تیمار 5
.(4
تولید گیاه کامل: با توجه به نتایج، برای القای تشکیل
ریشه در شاخساره های تولید شده روی قطعات هیپوکوتیل،
ابتدا شاخساره های نوپدید از یکدیگر جدا و سپس به
MS ظروف کشت 100 میلی لیتری حاوی محیط کشت
- منتقل شد (شکل 5 NAA 0 میلی گرم در لیتر / دارای 5
الف). در این محیط کشت همزمان با القای تشکیل ریشه
(شکل 5 -ب) طول شاخساره ها شدیدا افزایش یافت (شکل
-5 پ)، بطوریکه نیاز به استفاده از هورمون ژیبرلین برای
افزایش طول شاخساره ها نبود. پس از یک ماه گیاهچه های
کامل تولید و گیاهان باززایی شده به گلدانهای کوچک
حاوی 30 درصد هوموس و 70 درصد ماسه انتقال یافت و
تمامی آنها در شرایط غیر استریل در گلخانه به حیات خود
ادامه دادند (شکل 5 -ت).
بحث و نتیجه گیری
در زمینه تکثیر گیاه کور با استفاده از روشهای کشت بافت
فقط یک گزارش با استفاده از کشت قطعات بریده شده
انتهای شاخه وجود دارد ( 16 ). در این مطالعه بخشهای
هوایی گیاه کامل در حال رشد از رویشگاههای طبیعی
جمع آوری و انتهای شاخ هها در حضور غلظتهای بالا
سیتوکینین کشت داده شد تا جوان ههای جانبی به رشد خود
ادامه دهد. سپس با انتقال جوانه های رشد یافته به محیطهای
ابتدا در قاعده آنها IBA کشت با قدرت کمتر و دارای
کالوس تشکیل و در مرحله بعد تولید ریشه القا گردید. این
روش باززایی، از طرفی به وجود گیاهان رشد یافته در
طبیعت وابسته است و از طرف دیگر میزان آلودگی بر روی
قطعات جداکشت، بدلیل محدود بودن شرایط استریل کردن
بافتهای بالغ، زیاد است. ایراد اساسی دیگر این پژوهش
همانند مطالعات مشابه در کشت سرشاخه این است که
چون برای تحریک رشد جوانه ها از غلظتهای بالای
سیتوکینین استفاده می شود، غلظت این هورمون در بافتهای
در حال رشد افزایش یافته و در نتیجه در مراحل بعدی در
حضور اکسینهای اضافه شده جهت ریشه زایی تشکیل
کالوس اجتناب ناپذیر است. تولید کالوس در مراحل
باززایی امکان تنوع سوماکلونال را در سلولهای تولید شده
بالا می برد و همچنین زمان لازم برای باززایی را افزایش
می دهد ( 4). از طرف دیگر تشکیل ریشه بر روی بافت
.( کالوس بطور غیریکنواخت و پراکنده صورت می گیرد ( 6
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
295
الف: رشد سریع جوانه های نوپدید جداشده پس از دو هفته؛ NAA 0/5 mg/l شکل 5 - تشکیل گیاهان کامل باززایی شده در محیط کشت حاوی
پ: رشد طولی قابل توجه گیاهان کامل باززایی شده در ظروف کشت پس از یک ؛NAA ب: تولید ریشه در قاعده شاخساره های نوپدید تحت تأثیر
ماه؛ ت: گیاهان کامل باززایی شده پس از انتقال به خاک.
بدلیل اثر سریع آن در القای BAP در پژوهش حاضر
شاخساره و همچنین قیمت مناسب آن نسبت به سایر
سیتوکینینها انتخاب شد. آزمایشات نشان داد که استفاده از
0 میلی گرم در لیتر در / در حدود 1 NAA مقدار کم
محیط های کشت برای القای تشکیل شاخساره بر روی
قطعات هیپوکوتیل مؤثر است و مانع از نکروزه شدن بافتها
می شود. این نتایج با گزارشات قبلی در مورد اثر مثبت
همراه با سیتوکینینها در محیطهای NAA مقادیر جزئی
کشت تولید شاخساره در گیاهان متعلق به تیر ههای دیگری
.( 20 و 21 ، نظیر داتوره، بارهنگ و میخک مطابقت دارد ( 4
نظر به تولید شاخساره بر روی قطعات جداکشت
مقدار ، BAP هیپوکوتیل با استفاده از غلظتهای پایین
سیتوکینین در شاخساره های تشکیل شده بمیزان مورد
جهت ریشه زایی نبود در نتیجه NAA استفاده در حضور
تولید کالوس تحریک نشد. از اینرو در مرحله بعد ریشه
در NAA زایی مستقیم بدون گذر از کالوس تحت تأثیر
قاعده شاخساره انجام شد.
القای ریشه زایی قطعات جداکشت توسط اکسینهای
پاسخی متعارف است که در مدت زمان نسبتا کوتاهی در
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
296
صورت گرفت. این IBA و NAA حضور هر دو هورمون
دو هورمون بعنوان اکسینهای مصنوعی پایدار غیر فنوکسی
در محیطهای کشت گیاهی برای ایجاد ریشه در اکثر گون هها
بکار می رود ( 4 و 6). با اینحال غلظت بهینه آنها نسبت به
همدیگر برای قطعات جداکشت یک گونه و همچنین از
یک گونه به گونه دیگر متفاوت است. گاهی با انتقال
شاخساره های نوپدید به محیطهای کشت بدون سیتوکینین
یا با مقدار کم سیتوکینین استفاده از ژیبرلینها جهت افزایش
رشد طولی ضروری است ( 5). در مورد گیاه کور همزمان
با تولید و رشد ریشه شاخساره های نوپدید در محیطهای
ریشه زا رشد بسیار سریعی نشان دادند بطوریکه نیازی به
کاربرد هورمون رشد ژیبرلین نبود. از اینرو امکان انتقال
در مدت زمان (ex vitro) سریع به محیط برون شیشه
کوتاهی پس از تشکیل ریشه ها امکان پذیر شد.
نتایج بدست آمده روشی را برای باززایی گیاه کور با
استفاده از کشت قطعات هیپوکوتیل در مدتی حدود 10
هفته ارائه می نماید. این روش می تواند جهت تولید انبوه
گیاه دارویی کور مورد استفاده قرار گیرد.
تشکر و قدردانی: از آقایان دکتر حکمت شعار و دکتر
خسروشاهلی اساتید محترم گروه زیست شناسی دانشگاه
تبریز بدلیل همکاری در تفسیر نتایج صمیمانه قدردانی می
گردد. از مدیریت محترم تحصیلات تکمیلی دانشگاه تبریز
جهت تأمین بخشی از هزینه های پزوهش سپاسگزاری می
شود.
منابع
1 – Ayanoglu, F., and Mert, A., (1999). The effect
of different stratification duration and chemical
treatment on the emergence of the seeds of two
Caper species (Capparis spinosa L. and
Capparis ovata Desf.). Turk. J. Bot., 5: 77-80
2- Calis, I., Kuruuzum, A., and Ruedi, P., (1999).
1H-indole-3 acetonitrile glycosides from
Capparis spinosa fruits. Phytochemistry, 50:
1205-1208.
3- Chhaya, G., and Mishra, S. H., (1999).
Antihepatotoxic activity of p- methoxy benzoic
acid from Capparis spinosa. J. Ethnopharmacol.,
66: 187-192
4- Debnath, M., Malik, C.P., and Bisen, P.S., (2006).
Micropropagation: a tool for the production of
high quality plant-based medicines. Curr. Pharm.
Biotechnol., 7: 33-49
5- Dixon, R.A., and Gonzales R.A., (1996). Plant
cell culture: a practical approch. IRL Press,
Oxford, UK.
6- Dodds, J.H., and Roberts L.W., (1987).
Experiments in plant tissue culture. Cambridge
Unversity Press, UK.
7- Eddouks, M., Lemhardi, A., and Michel, J.B.,
(2004). Caraway and caper: potential antihyperglycaemic
plants in diabetic rats. J.
Ethnopharmacol., 94: 143-148
8- Germano, M.P., De-Pasquale, R., De-Angelo, S.,
Catania, S., Silvari, V., and Costa, S., (2002).
Evaluation of extracts and isolated fraction from
Capparis spinosa L. buds as an antioxidant
source. J. Agric. Food Chem., 50: 1168-1171
9- Khanfar, M.A., Sabri, S.S., Zarga, M.H., Zeller,
K.P., (2003). The chemical constituents of
Capparis spinosa of Jordanian origin. Nat. Prod.
Res., 17: 9-14
10- Kontaxis, D.C., (1999). Capers: A new crop for
California. California University Press, USA.
11- Matthaus, B., and Ozcan, M., (2002).
Glucosinolate composition of young shoots and
flower buds of capers (Capparis species)
growing wild in Turkey. J. Agric. Food Chem.,
50: 7323-7325.
12- Matthaus, B., and Ozcan, M., (2005).
Glucosinolates and fatty acid, sterol, and
tocopherol composition of seed oils from
Capparis spinosa Var. spinosa and Capparis
ovata Desf. Var. canescens (Coss.) Heywood. J.
Agric. Food Chem., 53: 7136-7141.
13- Orphanos, P.I., (1983). Germination of caper
(Capparis spinosa L.) seeds. J. Hortic. Sci., 58:
267-270.
14- Panico, A.M., Cardile, V., Garufi, F., Pugila, C.,
Bonina, F., and Ronsisvalle, G., (2005).
Protective effect of Capparis spinosa on
chondrocytes. Life Sci., 77: 2479-2488.
مجله زیست شناسی ایران جلد 21 ، شماره 2، بهار 1387
297
15- Rhizopoulou, S., Heberlein, K., and Kassianou,
A., (1997). Field water relations of Capparis
spinosa. J. Arid Environ., 36: 237-248.
16- Rodrigues, R., Rey, M., Cuozzo, L. and Ancora,
G., (1990). In vitro propagation of caper
(Capparis spinosa L.). In Vitro Cell. Dev. Biol.,
26: 531-536.
17- Sharaf, M., El-Ansari, M.A., and Saleh, N.A.,
(2000). Quercetin triglycoside from Capparis
spinosa. Fitoterapia, 71: 46-9.
18- Sophia, R., and George, K. P., (2003).
Development and structure of drought-tolerant
leaves of the Mediterranean shrub Capparis
spinosa L. Ann. Botany, 92: 377-383.
19- Sozzi, G.O., and Chiesa, A., (1995).
Improvement of caper (Capparis spinosa L.)
seed germination by breaking seed coat-induced
dormancy. Sci. Hortic., 62: 255-261.
20- Van Altvorst, A.C., Bruinsma, T., Koehorst,
H.D.M., and Dons, H.J.M., (1992). Regeneration
of carnation (Dianthus caryophylus L.) using leaf
explants. Acta Hortic., 307: 109-116
21- Wakhlu, A.K., and Barna, K.S., (1989). Callus
initiation, growth and plant regeneration in
Plantago ovata Forsk. cv.GI-2. Plant Cell Tiss.
Organ Cult., 17: 235-241
Plant regeneration of Capparis spinosa L. using hypocotyl explants
Movafeghi A., Habibi Gh. and Aliasgarpoor M.
Plant Sciences Dept., Faculty of Natural Sciences, University of Tabriz, Tabriz, I. R. of IRAN
Abstract
Capparis spinosa L. (Capparidaceae) is one of the few perennial medicinal shrubs,
which grows entirely during long summer in the Mediterranean regions. In spite of the
increasing worldwide demand for the product of caper crop, little information on the
propagation of this plant is available. Caper propagation is usually carried out by seeds
and cuttings. However, seed germination performance and rooting of cuttings have
serious problems. The objectives of this study were to develop a satisfactory shoot
proliferation and rooting procedure on hypocotyl explants for in vitro propagation of
caper. The optimum bud formation occurred after 4 weeks on the MS medium
supplemented with 0.1 mg/l NAA and 0.5 mg/l BAP. An increase in level of NAA was
inhibitory to the formation of shoots. Rooting of the explants on the media containing
0.5 mg/l NAA was the best. Therefore, small regenerated shoots were excised and
transferred to root initiation medium. After four weeks roots were observed on the stem
bases. The regenerated plantlets were successfully transferred into soil under non-sterile
conditions for further development.
Key words: caper, regeneration, tissue culture, hypocotyl

/ 1 نظر / 215 بازدید
منیره

با سلام و خسته نباشین ممنون از مطالب مفیدتون موفق باشین